样品进行蛋白电泳时为什么要离心
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离心（一般都是蛋白提纯后经离心取上清,后面稀释、加上样Buffer后再次离心）是主要去除蛋白质溶液中的杂质（提取蛋白时混入的杂质以及某些蛋白质自身凝聚（或其他原因,如反复冻融,溶液性质改变等）所产生的沉淀,已使电泳时条带更加纯正清晰.
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这个是看你的目的了,如果你要跑还原性电泳,那么样品需要用含有β-巯基乙醇的loading buffer沸煮5分钟,这样使蛋白间的二硫键在还原剂β-巯基乙醇的作用下被打开,得到的是蛋白的一级结构.而非还原的电泳就是在loading buffer中不加入还原剂β-巯基乙醇,这样的电泳比较能够真实的反应蛋白当时的情况,比如二聚体或者多聚体之类的.
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一般在用缓冲液或者超声粉碎细胞后，得到的溶液都要高速离心（10000 g）10分钟，以去除不可溶的物质，这样在跑SDS-PAGE的时候不会出现拖带。
扫描下载二维码导读：SDS-PAGE电泳问题总结蛋白质条带为什么走到下面逐渐变宽发散？，BUFFER配制过程的一些问题，就不必去追究商品的问题了，解决此类问题较可行的方法是：冬天在原配方的基础上加倍过硫酸铵和TEMED的使用量，可很好的解决胶凝结速度过慢的问题，如今实验室中用的最多的蛋白电泳是源于Laemmli于1970年发表在nature，实验中在排除其他因素之后仍不能很好解决问题的情况，A：电泳中条带很粗是常
SDS-PAGE电泳问题总结 蛋白质条带为什么走到下面逐渐变宽发散？
回答:多数情况是因为小分子在胶里的运动不规律，这种情况常发生在高浓度胶或凝固不
一致的胶里，你可以加大阴极的缓冲液浓度，可能会有点改善
胶凝的快慢不在于TEMED多少，在于APS的量，APS提供自由基，TEMED帮助自由基作用，
是催化剂，对凝固速度影响不是太大，可以试试加大APS的量
丙烯酰胺在凝胶中的百分比
分离胶的分辨范围
15～45 kDa
15～60 kDa
18～75 kDa
30～120kDa
60～212kDa 来源于《蛋白质技术手册》汪家政
每种浓度的变性胶的分离范围不是指能跑出哪个范围分子量的蛋白质，而是指在这个区 间内，蛋白质迁移率基本和分子量成正比，也就是线性关系，为了数据的可靠性，大家 尽量根据这个来选择自己配胶的浓度。
下层也就是阳极缓冲液的作用当然是导电，用普通TRIS缓冲液做阳极缓冲液，一样跑得 好，阴极就不一样了，需要提供离子强度和SDS环境，而在电泳过程中，阴极缓冲液的一 些离子损失，而且与样品接触，不适合再次使用&br /&至于有些时候跑太大浓度的胶，因 为药品，BUFFER配制过程的一些问题，导致会出现蛋白带无法电泳到分离胶的最下方，胶 跑得难看情况比较多，一般来说，15%的胶已经能够跑出大约15KDa左右的蛋白，对于普通
SDS-PAGE已经几乎到了极限，还跑不出来的MARK带，就不必去追究商品的问题了
SDS-PAGE胶的凝结速度受温度影响很大，随着温度的升高，凝结速度越来越快，温度降 低则反之。所以，夏天时胶凝结的比较快，而冬天脚的凝结速度则变慢，甚至不能凝结， 解决此类问题较可行的方法是：冬天在原配方的基础上加倍过硫酸铵和TEMED的使用量， 可很好的解决胶凝结速度过慢的问题。
做SDS-PAGE的时候，除了蛋白量上样一致，最好体积也一致，这样跑出来的胶各个泳道 之间的band能做到一样宽，方便后面的比较，特别是WB。做法就是拿1X的上样缓冲补全 要加的样做到体积一致，否则跑出来会有的宽有的窄，特别是上样体积相差较大的
加入染色液后，先放入微波炉里加热5-10秒，使染色液微热即可（千万不要加热太久， 否则冰醋酸就挥发了）。然后放水平摇床上摇20分钟，最多半小时就染好了。脱色也很 简单，不用脱色液，直接用去离子水，放微波炉里煮沸5分钟左右，然后将水倒掉，再换 上新的去离子水煮，这样反复几次，就可以了。效果可能比正常的脱色稍差一点点，不 如那样清楚，只要电泳时比平时多上1/5的样品就可以了，关键是这样省时省材料（用不
着含甲醇和冰醋酸的脱色液）。方便快捷！放心，反复煮胶不会把胶煮坏的。
在做蛋白表达的时候，包涵体的出现常常令大家头疼不已， 现在给大家推荐盐离子染 SDS-PAGE的方法，这种方法简单快速还干净，适合于切胶免疫的同学，具体操作就是把 配好的0.5M的氯化钾放在冰箱预冷，然后加在胶上慢慢晃动，大约5分钟就可以看见你 的蛋白条带，切胶回收后直接乳化免疫，不会有什么影响。如果无法识别，还可以再用 实验室传统的方法染色！
拍胶时的“黑十字”聚焦法！
很多人用相机的微距聚焦都无法使识别框变绿，
其实你只需要在胶所在的平面划一个黑十字就可以很好的聚焦，
尤其是western blot的图，直接在膜的边上划就可以聚焦
SDSPAGE的话可以找个颜色深东西放在胶的边上就可以了，把镜头对准它
SDS-PAGE [Laemmli法]
这种方法帖出来，大家是不是感觉非常的陌生呢？其实这种发方法很普遍，现在大 部分的实验室都是用Laemmli法跑电泳的。
如今实验室中用的最多的蛋白电泳是源于Laemmli于1970年发表在nature上的一篇文 章中的方法,这篇文章很特别,不仅被引用的次数较多,而且该篇并不是专门阐述蛋白电泳 方法上的提出和改进问题,而是对噬菌体头部包装过程中的蛋白进行分析过程中用到电泳 分析方法而已,所以阐述如何操作的文字只有那么一小段(但相当经典),这是SDS-PAGE(不 连续系统)的首次成功应用。
现在我们在实验室进行的SDS-PAGE试剂的配方仍然是沿用了它的数据,许多论文在描 述其SDS-PAGE时引用Laemmli方法,目前常用的具有浓缩胶和分离胶的不连续SDS-PAGE的基
础的确来自Laemmli方法,但也略有差别例如一些缓冲液的具体组成。
你也许会恍然大悟：原来我们用的就是Laemmli！
借鉴Tricine-SDS-PAGE中添加甘油或者尿素来提高分辨率的成功经验，在普通的SDS-PAGE 中加入约13%的甘油，同样可以提高分辨率，有效防止小分子量蛋白的弥散。只要把原来 配方中的水换成60%的甘油，就可以了。
在分离胶中加尿素和甘油都可以，加上尿素和甘油改变胶的孔径！特别是对分离糖蛋白 的时候很有用处！一方面可以把条带压窄，减少拖尾现象的产生,另一方面对分离小分子 量的蛋白有好处!一般加的量在0.5－3g尿素/12ml分离胶！自己可以跑来实验一下你跑9KD 分子量的蛋白，建议用tricine-sds-page电泳来跑！也可以在分离胶中加尿素！自我经 验来看，加尿素会好于甘油！
Q：SDS－PAGE电泳的基本原理？
A：SDS-聚丙烯酰胺凝胶电泳，是在聚丙烯酰胺凝胶系统中引进SDS（十二烷基硫酸钠），
SDS会与变性的多肽，并使蛋白带负电荷，由于多肽结合SDS的量几乎总是与多肽的分
子量成正比而与其序列无关，因此SDS多肽复合物在丙稀酰胺凝胶电泳中的迁移率只与
多肽的大小有关，在达到饱和的状态下，每克多肽可与1.4g去污剂结合。当分子量在
15KD到200KD之间时，蛋白质的迁移率和分子量的对数呈线性关系，符合下式：
logMW=K-bX，式中：MW为分子量，X为迁移率，k、b均为常数，若将已知分子量的标准
蛋白质的迁移率对分子量对数作图，可获得一条标准曲线，未知蛋白质在相同条件下
进行电泳，根据它的电泳迁移率即可在标准曲线上求得分子量。
Q：配胶缓冲液系统对电泳的影响？
A：在SDS－PAGE不连续电泳中，制胶缓冲液使用的是Tris－HCL缓冲系统，浓缩胶是pH6.7
，分离胶pH8.9；而电泳缓冲液使用的Tris－甘氨酸缓冲系统。在浓缩胶中，其pH环境
呈弱酸性，因此甘氨酸解离很少，其在电场的作用下，泳动效率低；而CL离子却很高
，两者之间形成导电性较低的区带，蛋白分子就介于二者之间泳动。由于导电性与电
场强度成反比，这一区带便形成了 较高的电压剃度，压着蛋白质分子聚集到一起，浓
缩为一狭窄的区带。当样品进入分离胶后，由于胶中pH的增加，呈碱性，甘氨酸大量
解离，泳动速率增加，直接紧随氯离子之后，同时由于分离胶孔径的缩小，在电场的
作用下，蛋白分子根据其固有的带电性和分子大小进行分离。所以，pH对整个反应体
系的影响是至关重要的，实验中在排除其他因素之后仍不能很好解决问题的情况，应
首要考虑该因素。
Q：样品如何处理？
A：根据样品分离目的不同，主要有三种处理方法：还原SDS处理、非还原SDS处理、带有
烷基化作用的还原SDS处理。1、还原SDS处理：在上样buffer中加入SDS和DTT（或β-
巯基乙醇）后，蛋白质构象被解离，电荷被中和，形成SDS与蛋白相结合的分子，在电
泳中，只根据分子量来分离。一般电泳均按这种方式处理，样品稀释适当浓度，加入
上样Buffer，离心，沸水煮5min，再离心加样。2、带有烷基化作用的还原SDS处理：
碘乙酸胺的烷基化作用可以很好的并经久牢固的保护SH基团，得到较窄的谱带；另碘
乙酸胺可捕集过量的DTT，而防止银染时的纹理现象。100ul样品缓冲液中10ul 20％的
碘乙酸胺，并在室温保温30min。3、非还原SDS处理：生理体液、血清、尿素等样品，
一般只用1％SDS沸水中煮3min，未加还原剂，因而蛋白折叠未被破坏，不可作为测定
分子量来使用。
Q：SDS-PAGE电泳凝胶中各主要成分的作用？
A：聚丙烯酰胺的作用：丙烯酰胺与为蛋白质电泳提供载体，其凝固的好坏直接关系到电
泳成功与否，与促凝剂及环境密切相关；制胶缓冲液：浓缩胶选择pH6.7，分离胶选择
pH8.9，选择tris－HCl系统，具体作用后面介绍；TEMED与AP：促凝作用，加速聚丙烯
酰胺的凝固；十二烷基硫酸钠（SDS）：阳离子去污剂，作用有四：去蛋白质电荷、解
离蛋白质之间的氢键、取消蛋白分子内的疏水作用、去多肽折叠。
Q：提高SDS-PAGE电泳分辨率的途径？
A：1、聚丙烯酰胺的充分聚合，可提高凝胶的分辨率。建议做法：待凝胶在室温凝固后，
可在室温下放置一段时间使用。忌即配即用或4度冰箱放置，前者易导致凝固不充分，
后者可导致SDS结晶。一般凝胶可在室温下保存4天，SDS可水解聚丙烯酰胺。2、一般
常用的有氨基黑、考马斯亮蓝、银染色三种染料，不同染料又各自不同的染色方法，
具体可参照郭尧君编著的《蛋白质电泳技术手册》P82-103。
Q：“微笑”（两边翘起中间凹下）形带原因？
A：主要是由于凝胶的中间部分凝固不均匀所致，多出现于较厚的凝胶中。处理办法：待
其充分凝固再作后续实验。
Q：“皱眉”（两边向下中间鼓起）形带原因？
A：主要出现在蛋白质垂直电泳槽中，一般是两板之间的底部间隙气泡未排除干净。处理
办法：可在两板间加入适量缓冲液，以排除气泡。
Q：为什么带出现拖尾现象？
A：主要是样品融解效果不佳或分离胶浓度过大引起的。处理办法：加样前离心；选择适
当的样品缓冲液，加适量样品促溶剂；电泳缓冲液时间过长，重新配制；降低凝胶浓
Q：为什么带出现纹理现象？
A：主要是样品不溶性颗粒引起的。处理办法：加样前离心；加适量样品促溶剂。
Q：什么是“鬼带”，如何处理？
A：“鬼带”就是在跑大分子构象复杂的蛋白质分子时，常会出现在泳道顶端（有时在浓
缩胶中）的一些大分子未知条带或加样孔底部有沉淀，主要由于还原剂在加热的过程
中被氧化而失去活性，致使原来被解离的蛋白质分子重新折叠结合和和亚基重新缔合，
聚合成大分子，其分子量要比目标条带大，有时不能进入分离胶。但它却于目标条带
有相同的免疫学活性，在WB反应中可见其能与目标条带对应的抗体作用。处理办法：
在加热煮沸后，再添加适量的DTT或Beta巯基乙醇，以补充不足的还原剂；或可加适量
EDTA来阻止还原剂的氧化。
Q：为什么溴酚蓝不能起到指示作用？
A：我们在实验中常会遇到溴酚蓝已跑出板底，但蛋白质却还未跑下来的现象。主要与缓
冲液和分离胶的浓度有关。处理办法：更换正确pH值的Buffer；降低分离胶的浓度。
Q：为什么电泳的条带很粗？
A：电泳中条带很粗是常见的事，主要是未浓缩好的原因。处理办法：适当增加浓缩胶的
长度；保证浓缩胶贮液的pH正确（6.7）；适当降低电压；
Q：为什么电泳电压很高而电流却很低呢？
A：这种现象一般初学者易出现。比如电压50v以上，可电流却在5mA以下。主要是由于电
泳槽没有正确装配，电流未形成通路。包括：a.内外槽装反；b.外槽液过少；c.电泳
槽底部的绝缘体未去掉（比如倒胶用的橡胶皮）。处理办法：电泳槽电泳槽正确装配
Q：浓缩胶与分离胶断裂、板间有气泡对电泳有影响吗？
A：这主要出现在初学者中，一般对电泳不会有太大的影响。前者主要原因是拔梳子用力
不均匀或过猛所致；后者是由于在解除制胶的夹子后，板未压紧而致空气进入引起的。
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离心（一般都是蛋白提纯后经离心取上清,后面稀释、加上样Buffer后再次离心）是主要去除蛋白质溶液中的杂质（提取蛋白时混入的杂质以及某些蛋白质自身凝聚（或其他原因,如反复冻融,溶液性质改变等）所产生的沉淀,已使电泳时条带更加纯正清晰.
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